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Acústica

La publicación de esta semana trata sobre la acústica como técnica para estudiar los cetáceos. Espero que sea de vuestro interés! Recordad que en publicaciones anteriores se han explicado la telemetría, la fotoidentificación y el marcaje – recaptura.

La bioacústica es una técnica muy utilizada para estudiar la ecología y el comportamiento de los cetáceos, en concreto, para estudiar la distribución y la abundancia de éstos. Puesto que muchos cetáceos producen sonidos específicos de especies y poblaciones, permite la identificación de las poblaciones y determinar los patrones estacionales de distribución y su abundancia relativa.

El monitoraje acústico puede clasificarse en dos tipos distintos: monitoraje acústico pasivo (PAM) y monitoraje acústico activo.

TÉCNICAS ACÚSTICAS PASIVAS

El sonido es utilizado por los cetáceos para muchas funciones distintas: buscar alimento, en el comportamiento reproductor y para la comunicación en general. Los cantos de las ballenas yubartas (Megaptera novaeangliae) se escuchan a centenares de kilómetros durante las migraciones en las áreas de reproducción; los delfines y marsopas emiten clics de alta frecuencia para buscar y cazar a sus presas y los delfines emiten silbatos para comunicarse.

Los censos acústicos se realizan mediante hidrófonos, aparatos que registran los sonidos en ordenadores situados en barcos y que se utilizan para calcular su abundancia relativa. Estos aparatos están adosados a sonoboyas, unos sistemas sonar consumibles relativamente ligeros que se lanzan para buscar y detectar elementos sumergidos. Estas sonoboyas están ancoradas en lugares remotos para registrar sonidos de baja frecuencia de ballenas y presentan también dispositivos de grabación acústica llamados POD (porpoise detector) para monitorizar el uso de áreas costaneras para marsopas y delfines.
El problema de los métodos pasivos es que están limitados a las vocalizaciones de los individuos.

Se han utilizado para estudiar la distribución y abundancia de cachalotes (Physeter macrocephalus), marsopas y defines.

TÉCNICAS ACÚSTICAS ACTIVAS

Los sonar militares activos de baja frecuencia han causado algunos varamientos de cetáceos, de manera que están limitados a la investigación. A pesar de ésto, el sonar activo tiene mucho potencial en estudios ecológicos: paradoxalmente, pueden utilizarse para mejorar la conservación de estos animales. El sonar omnidireccional (como el sistema SIMRAD SH80) muestra un gran potencial como herramienta de detección de mamíferos marinos. Como detector sería importante para estudiar movimientos, prevenir las colisiones con barcos y para estudios de comportamiento.

Mediante estos sonar se puede estudiar el área de abasto (TS, del inglés target strenght), mediante la ecuación siguiente:

TS = dBI – SL + TVG + Cal

donde dBI es el nivel de decibelios recibidos, SL es el nivel de la fuente del sonar, TVG es la ganancia variable con el tiempo generado por cada observación utilizando un CTD y Cal es el valor de corrección obtenido con una esfera de carbón de tungsteno. El TVG se calcula de la siguiente manera:

TVG = 40 · log(R) + 2Rα

donde R es el rango y α es el coeficiente de absorción.

Para ampliar la información, puedes consultar:

ANILAM, RESEARCH AND CONSERVATION, Métodos de investigación de cetáceos: http://www.alnilam.info/index.php/es/investigacion/inv-metodos

AUSTRALIAN GOVERNMENT, DEPARTMENT OF THE ENVIRONMENT, Non-lethal research techniques for studying whales: http://www.environment.gov.au/coasts/species/cetaceans/publications/fs-techniques.html

BERNASCONI, M et al. Use of active sonar for cetacean conservation and behaviorial-ecology studies: a paradox? Proceedings of the Institute of Acoustics, 2009, Vol. 31. Pt. 1

TRUJILLO, F & DIAZGRANADOS, M. C., Curso de técnicas de estudio de mamíferos acuáticos: manual básico, La Isla de los Delfines – Fundación Omacha, 2005

 

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Reconocimiento individual: Fotoidentificación y marcaje – recaptura

En esta tercera publicación sobre las técnicas de estudio de cetáceos nos centramos en aquellas que permiten el reconocimiento individual. En concreto nos centramos en la fotoidentificación y el marcaje – recaptura.

El reconocimiento individual consiste en la identificación de los organismos por marcas naturales, permanentes y distintivas.

FOTOIDENTIFICACIÓN

Fotografiar los cetáceos es muy útil para estudios de tamaño poblacional, viabilidad poblacional, de uso de hábitat, supervivencia, movimientos y reproducción. Es importante resaltar que la fotoidentificación no es un estudio en si mismo, sino una herramienta para hacer otros estudios.

La fotoidentificación presenta una serie de ventajas, las cuales son: no es necesario capturar o manipular los animales; es relativamente accesible y poco costoso; permite crear catálogos regionales que pueden ser comparados y así establecer patrones de migración o residencia; permite estudiar la fidelidad grupal de los individuos reconocidos a un mismo grupo y asociaciones de individuos, permite implementar estudios de marcaje y recaptura para estimar el tamaño poblacional; y permite establecer edades de maduración sexual, intervalos de crianza, longitud de la cura parental, edad reproductiva y longevidad si se realiza un seguimiento de los individuos des de sus primeras fases.

Presenta también una serie de limitaciones: es necesario tener buena experiencia fotográfica y conocer el comportamiento de la especie objecto de estudio.

Hay un conjunto de consideraciones para implementar esta técnica:

1-      Aproximación a los animales. Será distinta según la especie y por este motivo es importante conocer su comportamiento. En delfines costeros se hará con embarcaciones pequeñas haciendo el mínimo ruido, y la aproximación se realizará por detrás y lateralmente, con la mejor dirección para tener una buena iluminación. En yubartas y cachalotes se harán des de la parte de detrás y se esperará al momento de realizar una inmersión.

2-      Equipo necesario. No se pueden utilizar cámaras con autoenfoque. Se recomiendan aparatos de 35 mm, con lentes zoom bien luminosos, que resistan la humedad y la sal y con velocidades de exposición más altas a 1/1000.

3-      Tipos de notas. Es recomendable desarrollar un formulario done apuntar la información referente a fecha, hora, lugar, número de animales del grupo, especie, numero de fotos realizadas, esfuerzo de fotoidentificación (tiempo), fidelidad grupal y datos generales de comportamiento.

4-      Requerimientos fotográficos. Se han de fotografiar los animales individualmente, excepto en los casos de madre y cría. Se han de realizar con el animal lo más perpendicular posible a la cámara y sin que el dorso esté arqueado para registrar marcas. Se deben tomar las fotos des de el ángulo que mejor iluminación dé y es importante anotar de qué lado se han hecho. Se aconseja realizar entre 5 y 10 fotos por animal y, a posteriori, se selecciona la mejor foto de cada uno y se establece como “individuo tipo”. Des de CIRCE han elaborado un manual de como se han de tomar las fotografías de fotoidentificación de cetáceos:  http://www.circe.biz/files/Comohacerfotosdecetaceos.pdf

5-      Análisis de las fotografías. Una vez realizadas las fotos, es importante asociar diferentes características (huescas, cicatrices, patrones de coloración…) para facilitar el reconocimiento de los individuos. Para cada especie de cetáceo se han proporcionado métodos de clasificación y identificación que implican un conjunto de criterios. Defran et al (1990) utiliza un método de dorsal fin ratio con animales con dos huescas en la aleta dorsal, y Whitehead (1990) utiliza un sistema de trazado digital del margen de la aleta caudal de los cachalotes.

MARCAJE – RECAPTURA

El método de marcaje – recaptura es útil para poblaciones que se agregan en sitios específicos cada año. Este método se aplica a dos categorías: a poblaciones cerradas y a poblaciones abiertas. Es en poblaciones cerradas donde se aplica más pero necesita que se cumplan una serie de condiciones: que no haya mortalidad ni nacimientos y no haya inmigración ni emigración; lo que raramente se cumple.

El estimador de Lincoln – Petersen fue diseñado para poblaciones cerradas; en el cual, además de las condiciones anteriores, se añaden que todos los animales tienen la misma probabilidad de ser detectados y que las marcas no se pierden. Consiste en marcar una muestra de M animales de una población de mida desconocida N, se devuelven a la población y se capturan nuevamente un nombre C de animales. Suponiendo que de estos C animales, R estaban marcados (recapturados), podemos calcular el tamaño poblacional: N = (M·C) / R

El estimador de Jolly – Seber fue diseñado para poblaciones abiertas. Asume que cada animal presente en la población en un tiempo de muestreo tiene la misma probabilidad de captura, cada animal marcado en la captura inicial tiene la misma probabilidad de sobrevivir hasta el siguiente muestreo, las marcas no se pierden y que todos los muestreos son instantáneos.

Tamaño poblacional. El tamaño poblacional se estudia mediante el marcaje – recaptura, de manera que si se cumplen las presunciones, se puede estimar la abundancia. Los registros de recaptura de una serie de muestras se compilan en historias de captura, que se utilizan para estimar el tamaño poblacional. La fotoidentificación sólo se puede aplicar en especies con individuos que tienen marcas naturales permanentes. Se ha utilizado en delfines mulares (Tursiops truncatus), orcas (Orcinus orca), yubartas (Megaptera novaeangliae) y ballenas azules (Balaenoptera musculus). En algunos casos es combinan con estudios del ADN.

Parámetros de supervivencia y reproducción. Los animales marcados forman una cohorte monitorizable durante un periodo de tiempo, de manera que los datos sobre recaptura en siguientes ocasiones da información de la supervivencia y reproducción. Se han utilizado en yubartas (Megaptera novaeangliae), ballenas grises (Eschrichtius robustus), orcas (Orcinus orca) y delfines mulares (Tursiops truncatus). También son útiles para estudiar la edad del primer parto, el interval entre nacimientos y las tasas de reproducción. Es necesario un muestreo intensivo, pero la información es muy difícil de obtener por otros métodos.

La bibliografía utilizada para escribir este artículo es la siguiente:

ANILAM, RESEARCH AND CONSERVATION, Métodos de investigación de cetáceos: http://www.alnilam.info/index.php/es/investigacion/inv-metodos

AUSTRALIAN GOVERNMENT, DEPARTMENT OF THE ENVIRONMENT, Non-lethal research techniques for studying whales: http://www.environment.gov.au/coasts/species/cetaceans/publications/fs-techniques.html

TRUJILLO, F & DIAZGRANADOS, M. C., Curso de técnicas de estudio de mamíferos acuáticos: manual básico, La Isla de los Delfines – Fundación Omacha, 2005

 

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Telemetría

La publicación de esta semana, también relacionada con las técnicas de estudio de cetáceos, está centrada en la telemetría. 

 

La telemetría es el proceso de obtención de información específica gracias a equipos instalados en animales; en este caso, de cetáceos al mar, de manera que han estado temporalmente capturados y se les ha colocado un transmisor en la aleta dorsal (en marsopas, delfines mulares y en orcas) o en la grasa (ballena yubarta, franca y azul). Para estudios de comportamiento a corto plazo, se pueden adosar transmisores a la piel con ventosas. Estos equipos pueden acumular la información, de manera que a posteriori se tiene que recuperar, o la pueden transmitir a un equipo receptor vía satélite. A menudo, estos aparatos presentan cámaras de vídeo para mostrar lo que los animales puedan estar viendo en cada momento.

La telemetría permite la obtención de datos de movimientos, comportamiento, estructura poblacional y de la recuperación de poblaciones.

 

APARATOS RECUPERABLES QUE GUARDAN INFORMACIÓN (DATA LOGGERS) 

Estos aparatos graban una gran cantidad de datos a partir de diferentes soportes que dan información del comportamiento (sonidos emitidos, velocidad de natación…), la fisiología (tasa de batido del corazón, temperatura corporal, temperatura estomacal…) i el medio ambiente (profundidad, temperatura del agua, intensidad de luz, sonidos del ambiento…) de los cetáceos. El intervalo de grabación se puede regular, dependiendo de lo que se quiera estudiar.

Presentan una serie de ventajas, como que el almacenaje de información consume menos energía que la transmisión de ésta, son más pequeños y menos voluminosos y permiten almacenar mucha información. Por la contra, hay la dificultad de recolectar nuevamente los equipos, sobre todo en cetáceos ya que no se puede prever un lugar dónde se puedan recoger.

 

SISTEMAS DE TRANSMISIÓN DE INFORMACIÓN

La herramienta más valiosa es la telemetría por satélite, en la cual el transmisor envía datos a través de un satélite a una estación receptora donde se recogen los datos con un ordenador. Además de la transmisión de la localización del animal, se pueden transmitir datos como la profundidad de inmersión, la velocidad de natación y la temperatura del agua para investigar los factores ambientales que influyen en la distribución, los movimientos y el comportamiento alimentario.

El uso de estos sistemas se ve limitado por una serie de factores: en primer lugar, los señales emitidos son de alta frecuencia y se atenúan muy rápidamente en agua salada, de manera que sólo es posible recibir señales en superficie; en segundo lugar, los señales acústicos viajan más por el agua que por el aire pero se suelen superponer con el rango audible de los cetáceos; y, por último, la energía que requieren es muy grande. Las ventajas son la habilidad para aportar la información en tiempo real, pues la pueden dar en pocas horas, y puedes trabajar des de un centro de trabajo.

 

La bibliografía utilizada para desarrollarlo ha sido la siguiente:

ANILAM, RESEARCH AND CONSERVATION, Métodos de investigación de cetáceos: http://www.alnilam.info/index.php/es/investigacion/inv-metodos

AUSTRALIAN GOVERNMENT, DEPARTMENT OF THE ENVIRONMENT, Non-lethal research techniques for studying whales: http://www.environment.gov.au/coasts/species/cetaceans/publications/fs-techniques.html

CIRCE, Metodologías aplicadas por CIRCE en sus programas de investigación: http://www.circe.biz/index.php?option=com_content&view=article&id=86&Itemid=180&lang=es

TRUJILLO, F & DIAZGRANADOS, M. C., Curso de técnicas de estudio de mamíferos acuáticos: manual básico, La Isla de los Delfines – Fundación Omacha, 2005

 

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Introducción a los métodos de estudio

La publicación de esta semana es una introducción a las técnicas de estudio de cetáceos, donde solamente vamos a nombrar los diferentes métodos y qué nos permiten estudiar. En posteriores publicaciones se detallaran cada una de estas técnicas.

El estudio de los cetáceos al mar consiste en estudiar su ecología, a nivel individual (comportamiento alimentario, social y reproductivo) como a nivel grupal (distribución en el espacio y el tiempo, abundancia y tendencias poblacionales). Se pueden utilizar diferentes técnicas para estudiar cada uno de los aspectos anteriormente mencionados:

1) Censos visuales: permiten estudiar la distribución y abundancia.

2) Acústica: permite estudiar la distribución, abundancia, comportamiento alimentario y reproducción.

3) Reconocimiento individual (Fotoidentificación y marcaje-recaptura): permite estudiar la abundancia, movimientos, reproducción y supervivencia.

4) Telemetría: permite estudiar los movimientos, comportamiento alimentaria y supervivencia.

5) Métodos genéticos: permiten estudiar la reproducción, genética y dieta.

6) Sistemas de información geográfica: permiten estudiar el uso de área, densidad, zonas de alimentación y reproducción, movimientos y conservación.

La bibliografía utilizada para desarrollarlo ha estado la siguiente:

ANILAM, RESEARCH AND CONSERVATION, Métodos de investigación de cetáceos: http://www.alnilam.info/index.php/es/investigacion/inv-metodos

AUSTRALIAN GOVERNMENT, DEPARTMENT OF THE ENVIRONMENT, Non-lethal research techniques for studying whales: http://www.environment.gov.au/coasts/species/cetaceans/publications/fs-techniques.html

BERNASCONI, M et al. Use of active sonar for cetacean conservation and behaviorial-ecology studies: a paradox? Proceedings of the Institute of Acoustics, 2009, Vol. 31. Pt. 1

CAÑADAS, A et al. Recopilación, Análisis, Valoración y Elaboración de Protocolos sobre las Labores de Observación, Asistencia a Varamientos y Recuperación de Mamíferos y Tortugas Marinas de las Aguas Españolas. Sociedad Española de Cetáceos. 1999

CIRCE, Metodologías aplicadas por CIRCE en sus programas de investigación: http://www.circe.biz/index.php?option=com_content&view=article&id=86&Itemid=180&lang=es

MARTINS, C.C.A GIS as a tool to identify priority areas for humpback whale conservation at Eastern Brazilian Coast. 2009

PITTMAN, S & COSTA, B. Linking Cetaceans tot their Environment: Spatial Data Acquisition, Digital Processing and Predictive Modeling for Marine Spatial Planning in the Northwest Atlantic. Biogeography Branch, Center for Coastal Monitoring & Assessment, National Oceanic and Atmospheric Administration, 2009, Chapter 21

THOMAS, Peter O. Metodology for behavioural studies of cetaceans: right whale mother – infant behaviour. Rep. Int. Whal. Commn. 1986

TRUJILLO, F & DIAZGRANADOS, M. C., Curso de técnicas de estudio de mamíferos acuáticos: manual básico, La Isla de los Delfines – Fundación Omacha, 2005

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Comportamiento alimenticio en yubartas

Esta publicación se centra en la yubarta (Megaptera novaeangliae). En concreto, se va a realizar una breve introducción y, sobretodo, nos centraremos en el comportamiento alimenticio de esta especie, especialmente en una estrategia de caza de un grupo de la costa oeste de Alaska.

La yubarta o gubarte, Megaptera novaeangliae, es un cetáceo de la familia Balaenopteridae que habita en todos los océanos, en aguas oceánicas como costeras. Miden entre 12 y 16 metros (las hembras ligeramente más grandes) y pesan entre 25 y 35 toneladas. Se alimentan principalmente de krill y de bancos de peces.
Con el fin de identificarlas, nos hemos de fijar en los siguientes aspectos: la aleta caudal, con una hendidura visible en el centro y con los bordes recortados, se eleva antes de sumergirse; las aletas pectorales son muy grandes y redondeadas, con la parte superior oscura y la inferior clara; la cabeza es ancha y presenta nódulos en la parte superior y en la mandíbula inferior; y el cuerpo es voluminoso, con el lomo y los flancos entre negros y grises oscuros y el vientre blanco.

Humpback_Whale_fg1_cropped

FUENTE: http://en.m.wikipedia.org/wiki/File:Humpback_Whale_fg1_cropped.JPG

En cuanto a su comportamiento alimentario, esta especie ha desarrollado varias técnicas espectaculares. La más conocida es la denominada red de burbujas, utilizada para capturar bancos de peces. Otras menos sofisticadas consisten en echarse contra los bancos de peces o golpear el agua con las aletas para aturdir a los peces con las ondas de choque.

Aquí nos centraremos en la técnica de red de burbujas. Esta técnica ha estado observada en una población de la costa oeste de Alaska. Durante el verano, en los fiordos de Alaska hay una gran abundancia de plancton, lo que atrae a los arenques (Clupea harengus), los cuales viven en las profundidades de los fiordos para protegerse de los depredadores. Cuando las yubartas detectan la presencia de arenques, para indicarlo al resto del grupo realizan saltos y golpes de cola y cabeza contra el agua. Esta técnica requiera mucha coordinación. Siguiendo al líder, se sumergen juntos y cada uno se pone en su posición: hay los pastores, que circundan los peces con movimientos de aletas para contener al banco y evitar que escapen; otro miembro se coloca debajo del banco y emite un grito de 120 decibelios (tan estridente como disparar un cohete), para así hacer que los peces suban a la superficie y hay otro individuo en la parte superior que expulsa un corriente de aire para crear una red de burbujas. El resto de individuos se colocan debajo del banco de peces y se lanzan contra él con la boca totalmente abierta. Con esta técnica consiguen capturar media tonelada de pescado al día.

bubble net

Author: Richard Palmer

Se recomienda ver este vídeo (en inglés):

Para ampliar esta información puedes consultar:

– DAY, Trevor. Guía para observar ballenas, delfines y marsopas en su hábitat (Ed. Blume)

– KINZE, Carl Christian. Mamíferos marinos del Atlántico y del Mediterráneo (Ed. Omega)

– PERRIN, W. F.; WÜRSIG, B; THEWISSEN, J. G. M. Encyclopedia of Marine Mammals (Ed. Academic Press, 2ª edició)

– Gigantes del mar, episodi 2: http://www.youtube.com/watch?v=lSQ6d02L1jc

 

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Parasitología asociada al delfín mular (Tursiops truncatus) [2]: Halocercus lagenorhynchus

En esta segunda parte sobre la parasitología asociada al delfín mular nos centraremos en dar algunos detalles sobre Halocercus lagenorhynchus. Aunque en un primer momento se dijo que en una segunda publicación se daría la información de los tres parásitos objetos de estudio, se ha considerado más oportuno dar la información uno a uno para no colapsar al lector, puesto que la lectura es espesa por la cantidad de tecnicismos médicos.

Halocercus lagenorhynchus (fotografía) es un invertebrado del filo nematodo. A grandes rasgos, los nematodos se caracterizan por tener un cuerpo de sección circular, largo, estrecho, insegmentado y sin regionalizar. Están recubiertos por una epidermis celular o sincitial y externamente por una cutícula bastante complexa. Presentan desarrollo directo, con cuatro estadios juveniles (con una muda entre cada uno), y un ciclo vital complejo.

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Familia Pseudaliidae

El género Halocercus pertenece a la familia Pseudaliidae. Los organismos de esta familia se encuentran alrededor del mundo, pero sobre todo en el hemisferio norte en poblaciones costeras. En general, los adquieren después de la lactancia, cuando empiezan a ingerir presas, de manera que hay una transmisión horizontal vía cadena alimenticia.

El ciclo básico consiste en que un gasterópodo (caracol) o gusano oligoqueto ingieren una larva de primera fase del nematodo, pues es marina y le permite la dispersión; y éstos, a la vez, son ingeridos por peces, que a la vez serán ingeridos por el huésped definitivo, el cual es siempre un cetáceo del suborden odontoceto (cetáceos dentados).

Las evidencias de la presencia son sonidos interrumpidos en el espiráculo y parecidos a tos, la expulsión de moco y gusanos, anorexia y letargo. Suelen producir lesiones en los pulmones, hemorragias en los senos craneales y en el oído medio, inflamación mediana o alta, aumento del espesor del recubrimiento del seno mocoso y sinusitis. Además, se suelen desarrollar infecciones bacterianas o víricas secundarias.

El diagnóstico se hace con frotis de heces o de la mucosa del espiráculo para la detección de los adultos. Aunque en general no suponen graves problemas para los cetáceos, factores como los contaminantes, las enfermedades infecciosas y el estrés aumentan su gravedad.

Halocercus lagenorhynchus

Nos centramos ya en Halocercus lagenorhynchus. Los machos suelen ser los que causan daños, pues presentan espículas de 0,684 mm de longitud proyectadas parcialmente de la cloaca y a menudo el extremo anterior forma una especie de bobina (Fig. A). Las hembras suelen estar presentes en forma de cistos, presentando varias larvas en el útero (Fig. B).

par2

Este parásito se instala en los pulmones, y presenta la bobina dentro de los bronquiolos terminales o bronquios con el fin de no ser expulsado al exterior a través del espiráculo. El ciclo específico es poco conocido, pero se puede aplicar el ciclo general de la familia. De todas formas, se cree que el estadio larvario pasa por la tráquea y es expulsada por el espiráculo. Además de a través de la dieta, se puede transmitir a través de la placenta o durante el amamantamiento. Un mismo organismo puede presentar miles de individuos.

La figura siguiente muestra la parte anterior en forma de bobina de Halocercus lagenorhynchus dentro de un bronquiolo terminal en Tursiops truncatus: M – células musculares coelomiarinas; H – hipodermis; C – cutícula; PS – pseudoceloma i G – intestino.

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La infección parasítica conduce a bronquitis y neumonia. El proceso neumótico se caracteriza por la exudación de los neutrófilos, eosinófilos y macrófagos (células inmunitarias), que se limita al área rodeada por las masas de parásitos. Estas áreas a menudo quedan aisladas, escleróticas y calcificadas. Los sacos alveolares abiertos se llenan de edema y de células inflamatorias, alternando con áreas de ateléctasi (disminución del volumen pulmonar). Todo ésto puede ir acompañado de la hipertrofia de la musculatura de los esfínteres de los bronquios terminales y la erosión del epitelio branquiolar y alveolar. Como los delfines no tienen el reflejo de la tos, los exudados y otras partículas se van acumulando, de modo que aumenta el espesor y se somete a calcificación, de manera que se adhieren al epitelio y pared branquiolar.

En infecciones agudas puede producir, además, hemorragias dentro de los alvéolos; y en infecciones crónicas, nódulos subpleurales pequeños y pálidos, evidencia de los gusanos que mueren, degeneran y calcifican. La imagen siguiente muestra el parásito dentro de los bronquios y bronquiolos de un ejemplar de 21 años.

par3

Para más información sobre este parásito, puedes consultar:

– DAILEY, M. et al. Evidence of Prenatal infection in the Bottlenose Dolphin (Tursiops truncatus) with the Lungworm Halocercus lagenorhynchi (Nematoda: Pseudaliidae). Journal of Wildlife Disease. 1991.

– MOSER, M i RHINEHART,  H. The lungworm, Halocercus spp. (Nematoda: Pseudaliidae) in Cetaceans from California. Journal of Wildlife Disease. 1993

 

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Parasitología asociada al delfín mular (Tursiops truncatus) [1]: Introducción

La publicación de esta semana, la cual ya publiqué anteriormente en otro blog, es una introducción a la parasitología asociada al delfín mular, Tursiops truncatus. En esta publicación costa un listado de parásitos encontrados en la bibliografía y en una posterior publicación nos centraremos en tres de éstos, de los cuales he encontrado información más amplia.

El interés de las enfermedades de los mamíferos marinos, sobretodo los cetáceos, se debe a su uso en investigación y entretenimiento. Se han encontrado diferentes especies parásitas en cetáceos, pero hay un número de éstos que son parásitos accidentales que no causan patologías con consecuencias graves. El listado que se muestra a continuación es de los parásitos de Tursiops truncatus que se han encontrado citados en la bibliografía. De todas formas, la bibliografía es bastante pobre en la descripción de éstos.

FILO NEMATODA

Anisakis physeteris Halocercus lagenorhynchus
Anisakis simples Skrjabinalius cryptocephalus
Anisakis typica Stenurus minor
Crassicauda crassicauda Stenurus ovatus

 

FILO PLATYHELMINTHES

 Clase Trematoda: Subclase Digenea

Braunina cordiformes         Nasitrema dalli
Campula palliata         Pholeter gastrophilus
Campula rochebruni         Synthesium tursionis
Nasitrema attenuata         Zalophotrema hepaticum

 Clase Cestodes

Monorygma delphini
Monorygma Grimaldi
Phyllobothrium delphini

 

FILO ACANTHOCEPHALA                                        FILO ARTROPODA

Bolbosoma sp.                                                          Harpacticus pulex
Corynosoma cetaceum                                             Syncyamus sp.

 

PROTOZOOS

Ciliado holotrico (no identificado)
Cryptosporidium parvum
Giardia duodenalis
Giardia sp.
Kyaroikeus cetarius (ciliado)
Toxoplasma gondii

 

BACTERIAS

Actinomyces sp. Nocardia sp.
Aeromonas sp. Pasteurella sp.
Brucilla sp. Pseudomonas sp.
Erysipelothrix sp. Salmonella sp.
Klebsiella sp. Staphylococcus sp.
Lactococcus sp. Streptococcus sp.
Nocardia asteroides Vibrio sp.
Nocardia levis

 

HONGOS

Blastomyces dermatitidis Histoplasma capsulatum
Candida albicans Lacazia loboi

Difusió-castellà

 

Albinismo en cetáceos

En la publicación de esta semana se tratará el albinismo en los cetáceos y se va a dar algún ejemplo. 

¿QUÉ ES EL ALBINISMO?

El albinismo es un grupo de condiciones hereditarias resultado de una falta total o parcial de pigmento (hipopigmentación) de sólo los ojos o de los ojos, piel y pelo. La pigmentación de los mamíferos depende de la presencia o ausencia de melanina en la piel, pelo y ojos. Se produce a partir del aminoácido tirosina gracias a la enzima tirosinasa, de manera que la alteración del gen que determina esta enzima puede resultar en una falta total o parcial del pigmento. El caso contrario es la sobreproducción de melanina, conocido como melanismo, hecho que causa un oscurecimiento de los animales.

CETÁCEOS ALBINOS

Se han encontrado casos de albinismo en 21 especies de cetáceos  (Fertl et al. 1999; Ferlt et al. 2004) y 7 especies de pinnípedos (Rodriguez y Bastida, 1993; Bried y Haubreux, 2000). Entre estos cetáceos hay ejemplos en el cachalote (Physeter macrocephalus), el delfín mular (Tursiops truncatus) y la orca (Orcinus orca).

El síndrome Chédiak-Higashi es un tipo de albinismo caracterizado por unos patrones de pigmentación diluidos, de manera que los ojos son de color gris pálido los glóbulos blancos de la sangre son anormales y el tiempo de vida se reduce. Se detectó en una hembra de Orcinus orca (la cual se llamaba Chimo), la orca que se puede ver en la fotografía.

chimo
Chimo, una orca albina (Foto: Orcinus orca).

El albinismo significa una serie de problemas asociados a los mamíferos marinos: la reducción de la absorción de calor en aguas frías, más facilidad para ser detectados por los depredadores, el aumento de la sensibilidad de los ojos y piel a la luz del sol y la disminución de la comunicación visual.

REFERENCIAS

  • FERTL, D; PUSSER, L. T.; & LONG, J. J. (1999) First record of an albino bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) in the Gulf of Mexico, with a review of anomalously white cetaceans. Mar. Mamm. Sci. 15, 227-23
  • PERRIN, W. F.; WÜRSIG, B; THEWISSEN, J. G. M. Encyclopedia of Marine Mammals (Ed. Academic Press, 2ª edició)

Difusió-castellà

Cetáceos de la costa catalana

Alguna vez te has preguntado si hay cetáceos en la costa catalana? Pues la respuesta a esta pregunta es “Sí, los hay”. En esta publicación se pretende describir estas especies para poderlas identificar correctamente. Antes de empezar, te voy a explicar qué es un cetáceo por si es la primera vez que encuentras este concepto.

INTRODUCCIÓN

Los cetáceos son un orden de mamíferos que están adaptados a la natación y, por lo tanto, son independientes del medio terrestre. Y digo natación y no mar porque, aunque la mayoría son marinos, hay cetáceos que viven en aguas dulces o salobres. Esta adaptación a la natación se observa en su cuerpo hidrodinámico para poder desplazarse por el agua con una menor resistencia y en la presencia de aletas (las pectorales dirigen el rumbo y frenan, las dorsales y la aleta caudal plana). Como en el resto de mamíferos, los cetáceos son homeotermos (ésto significa que tienen mecanismos fisiológicos para mantener la temperatura corporal constante, lo que se llama sangre caliente). Además, también respiran aire, de manera que periódicamente tienen que salir a la superficie para tomarlo. Por evolución, la posición de las fosas nasales es actualmente dorsal y es lo que llamamos espiráculo. Aproximadamente, hay un total de 80 especies de cetáceos en todo el mundo, distribuidos en dos subgrupos: los odontocetos (cetáceos con dientes; los cuales incluyen los delfines, marsopas, beluga, narval, zífios y cachalotes) y los misticetos (cetáceos con barbas; incluye las ballenas francas y los rorcuales). Se hablará de estos grupos y de la clasificación general de los cetáceos en posteriores entradas.

Del total de especies de cetáceos, hay 8 que viven en la costa de Cataluña de forma habitual: delfín mular, delfín común, delfín listado, rorcual común, cachalote, calderón gris, calderón común y zífio de Cuvier.

DELFÍN MULAR

El delfín mular (Tursiops truncatus) es el típico delfín de los delfinarios. Se puede reconocer por su piel gris en todo el cuerpo, más clara en la parte ventral. La aleta dorsal es convexa por el margen anterior. Suelen vivir en grupos costaneros de 2 – 15 individuos, aunque en algunos casos forman grupos de varios centenares. Son animales marcadamente acrobáticos. Según la IUCN, su estado de conservación es de “preocupación menor” a nivel global, pero “vulnerable” en el Mediterráneo.

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Delfín mular (Tursiops truncatus) (Foto: Sheilapic76, Creative Commons).

DELFÍN COMÚN

El delfín común (Delphinus delphis) se puede reconocer fácilmente por la coloración de su cuerpo. El lomo es gris o marrón con un dibujo en forma de V por debajo de la aleta dorsal. Además, presenta una mancha amarillenta a los lados, a la mitad anterior del cuerpo, i una de gris de tamaño similar a la mitad posterior; de manera que forman una característica forma de reloj de arena. Suelen vivir en grupos de 10 – 200 individuos. Como los mulares, también son buenos acróbatas. Cada vez es más raro observarlos en la costa mediterránea norte-occidental puesto que están en peligro aquí, aunque están en la categoría de “preocupación menor” de la UICN a nivel global.

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Delfín común (Delphinus delphis) (Foto: Jolene Bertoldi, Creative Commons).

DELFÍN LISTADO

El delfín listado (Stenella coeruleoalba) se caracteriza por la presencia de una aleta dorsal gris o marrón, moderadamente alta; un morro oscuro y prominente, bien distinguido del melón (protuberancia de la cabeza que utilizan para la emisión de ondas sonoras, útiles para la ecolocación); y un lomo gris o marrón, de color gris claro des del centro de los flancos hasta la aleta dorsal y en la parte posterior del cuerpo. Además, presentan una línea fina y oscura que va del morro hasta la parte inferior de los flancos, donde se ensancha. Suelen vivir en grupos de 25 – 100 individuos. También son buenos acróbatas. Es la especie más abundante del Mediterráneo norte-occidental y también es de “preocupación menor”, pero es “vulnerable” en el Mediterráneo.

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Delfín listado (Stenella coeruleoalba) (Foto: 20minutos)

RORCUAL COMÚN

El rorcual común (Balaenoptera physalus) es el cetáceo más grande de nuestras costas. Se puede distinguir por una aleta dorsal alta y falciforme, situada en el tercio posterior del cuerpo y por su cabeza ancha y aplanada, estrecha de perfil. Su cuerpo es hidrodinámico, alargado y, en general, de color gris oscuro sin manchas, con el vientre más claro. Raramente muestran la aleta caudal. El soplido por el espiráculo suele ser alto (hasta 8 metros) y estrecho, y tarda unos segundos en desaparecer. Según la UICN, se trata de una especie vulnerable en el Mediterráneo, pero está en peligro a nivel global.

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Rorcual común (Balaenoptera physalus) (Foto: UW Today).

CACHALOTE

El cachalote (Physeter macrocephalus) es otra de las especies más grandes de cetáceos del Mediterráneo. Se caracteriza por la presencia de lóbulos caudales anchos y triangulares, con una hendidura prominente; una pequeña joroba seguida de seis protuberancias; cabeza redondeada que ocupa un tercio del total y con el espiráculo cerca del extremo del morro y un poco hacia la izquierda y el cuerpo es de color gris oscuro a marrón violáceo. Referente al soplido, éste es inclinado hacia adelante y a la izquierda. Normalmente nadan lentamente, pero pueden acelerar con rapidez. Está catalogada de “vulnerable” por la UICN, en peligro en el Mediterráneo.

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Cachalote (Physeter macrocephalus) (Foto: Advocacy Britannica).

CALDERÓN GRIS

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Calderón gris (Grampus griseus) (Foto: El hogar natural).

El calderón gris (Grampus griseus), conocido también como delfín de Risso, se caracteriza por una aleta dorsal alta y falcada, las aletas pectorales largas y en punta, la cabeza redondeada y con un melón bulboso, la boca curvada hacia arriba y el cuerpo de color gris a marrón, con bastantes marcas y de vientre claro. Generalmente, viven en grupos de 3 – 30 individuos, aunque en ocasiones se han visto grupos de varios miles. Su estado de conservación es de “preocupación menor”, aunque no se puede evaluar su estado en el Mediterráneo.

CALDERÓN COMÚN

El calderón común (Globicephala melas) se caracteriza por una aleta dorsal baja, larga y de base ancha, con el extremo redondeado y muy falcado; las aletas pectorales son altas, estrechas y miden una quinta parte de la longitud del cuerpo; el melón es bulboso y el morro es corto; y el cuerpo es de color gris oscuro, negro o marrón. Viven en grupos de 10 – 60 individuos. No hay datos suficientes para evaluar su estado de conservación.

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Calderón común (Globicelphala melas) (Foto: El hogar natural).

ZÍFIO DE CUVIER

El zífio de Cuvier (Ziphius cavirostris) es una especie muy difícil de observar ya que tienen poca actividad en superficie. Se caracterizan por una aleta caudal con lóbulos anchos, sin hendidura central o muy pequeña y ligeramente falciforme; la aleta dorsal queda por detrás del centro del cuerpo; el morro es corto y curvado hacia adelante; y de color crema delante los ojos; su color varia de marrón rojizo a gris oscuro, con el vientre ligeramente más oscuro. Viven en grupos de 2 – 7 individuos, en ocasiones hasta 25; pero los machos de más edad suelen vivir solos. Tampoco hay datos suficientes para evaluar su estado de conservación.

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Zifio de Cuvier (Ziphius cavirostris) (Foto: Aceytuno).

Éstas son las 8 especies más habituales en la costa de Cataluña. Espero que con esta pequeña guía puedas identificarlos con facilidad si alguna vez los puedes observan en mar abierto.

REFERENCIAS

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